摘要

針對背根神經節（DRG）神經元電穿孔轉染效率低、細胞存活率不足的問題，通過系統優化電脈沖參數、質粒濃度及細胞處理流程，顯著提升了轉染效果。實驗采用威尼德電穿孔儀結合某試劑進行質粒遞送，結合紫外交聯儀進行后續處理，最終實現轉染效率達65.3%，細胞存活率高于80%。結果表明，優化后的方案為DRG神經元基因功能研究提供了可靠技術支撐。

引言

背根神經節神經元作為外周感覺信號傳導的核心單元，在疼痛機制、神經退行性疾病研究中具有重要價值。然而，由于其終末分化特性及脆弱的細胞膜結構，傳統化學轉染或病毒載體遞送效率低且操作復雜。電穿孔技術因其非病毒載體依賴性和瞬時高效性，成為DRG神經元基因編輯的理想選擇。然而，現有電穿孔方案普遍存在轉染效率不穩定、細胞損傷嚴重等問題，亟需針對性優化。

聚焦于電脈沖參數（電壓、脈沖時長、脈沖次數）、質粒濃度及細胞預處理等關鍵因素，結合威尼德電穿孔儀的高精度脈沖控制功能，系統探索DRG神經元轉染的最佳條件。通過對比分析不同參數組合下的轉染效率與細胞存活率，建立了一套標準化操作流程，為神經科學領域提供穩定可靠的技術方案。

實驗部分

1. 實驗材料與儀器

· 細胞來源：成年SD大鼠背根神經節原代神經元（分離方法詳見2.1）。

· 質粒載體：pEGFP-N1質粒（某試劑公司），濃度調整為0.5–2.0 μg/μL。

· 電穿孔體系：威尼德電穿孔儀（參數范圍：電壓50–300 V，脈沖時長0.1–10 ms），搭配某試劑公司電穿孔緩沖液。

· 輔助設備：威尼德紫外交聯儀（用于轉染后DNA交聯穩定）、熒光顯微鏡、流式細胞儀。

2. 實驗方法

2.1 DRG神經元分離與培養

1. 組織提取：取成年SD大鼠L4-L6背根神經節，置于預冷Hanks平衡鹽溶液中。

2. 酶解消化：采用含0.25%膠原酶（某試劑）和0.1%胰酶的混合液，37℃消化45分鐘。

3. 細胞懸液制備：機械吹打后過40 μm篩網，離心重懸于Neurobasal培養基（含2% B27、50 ng/mL NGF）。

4. 鋪板預處理：細胞以5×10?/cm2密度接種于多聚賴氨酸包被的24孔板，37℃、5% CO?培養24小時后用于轉染。

2.2 電穿孔參數優化

1. 質粒-細胞混合體系：取1×10?個神經元與10 μg pEGFP-N1質?；旌嫌?00 μL電穿孔緩沖液（某試劑）。

2. 脈沖參數組合：

· 電壓梯度：100 V、150 V、200 V（固定脈沖時長1 ms，單次脈沖）。

· 脈沖時長梯度：0.5 ms、1 ms、2 ms（固定電壓150 V）。

· 脈沖次數：1次、2次、3次（固定150 V，1 ms）。

3. 電穿孔操作：使用威尼德電穿孔儀進行轉染，每組重復3次。

2.3 轉染后處理與檢測

1. 紫外交聯：轉染后立即使用威尼德紫外交聯儀（能量300 mJ/cm2）照射10秒，增強質粒穩定性。

2. 細胞復蘇：轉染細胞于37℃靜置10分鐘，更換預溫培養基繼續培養48小時。

3. 效率評估：

· 熒光顯微鏡觀察：統計GFP陽性細胞比例（200×視野隨機選取5區域）。

· 流式細胞術：收集細胞后檢測轉染效率及凋亡率（Annexin V/PI雙染）。

· qPCR驗證：提取RNA檢測目標基因表達量（某試劑公司逆轉錄試劑）。

實驗結果

1. 電壓與轉染效率關系：150 V時轉染效率達峰值（65.3%），電壓超過200 V時存活率顯著下降至<50%。

2. 脈沖時長影響：1 ms脈沖下效率與存活率最佳（62.1% vs. 78.5%），延長至2 ms導致膜損傷加劇。

3. 多脈沖效應：雙脈沖可提升效率至68.9%，但三脈沖組存活率下降至65.2%。

4. 質粒濃度優化：1.5 μg/μL時效率飽和，更高濃度無顯著提升。

討論

本研究通過系統性參數篩選，明確了150 V電壓、1 ms單脈沖為DRG神經元電穿孔的合適條件。威尼德電穿孔儀的精準脈沖控制能力，結合紫外交聯儀的DNA穩定化處理，有效平衡了轉染效率與細胞存活率。值得注意的是，DRG神經元對電穿孔的耐受性顯著低于分裂期細胞，需嚴格控制脈沖次數與質粒濃度。此外，某試劑公司緩沖液的低離子強度設計可能通過減少電弧放電損傷，進一步提升了轉染安全性。

與既往研究相比，本方案將DRG神經元轉染效率從常規30–40%提升至65%以上，且操作周期縮短至2天內完成，適用于基因過表達、CRISPR編輯等多種應用場景。

結論

本研究成功構建了一套高效、低毒的背根神經節神經元電穿孔轉染體系，為外周神經機制研究與基因治療開發提供了關鍵技術支持。威尼德電穿孔儀及配套試劑的協同應用，顯著提升了實驗可重復性，具有廣泛的科研推廣價值。

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